СПЕКТР ВОЗБУДИТЕЛЕЙ ГОСПИТАЛЬНЫХ ИНФЕКЦИЙ КОЖИ И МЯГКИХ ТКАНЕЙ

Аннотация. В предлагаемой статье представлен материал по основным госпитальным возбудителям инфекций кожи и мягких тканей. В исследование было взято 488 образцов раневого отделяемого  из  различных  отделений.  За  период  наблюдений  отмечено  увеличение  доли  MRSA, K. pneumoniae, P. аeruginosa, Acinetobacter spp., в пейзаже микрофлоры гнойных ран. Все выделенные изоляты MRSA проявляли чувствительность к ванкомицину и линезолиду. Штаммы-продуценты ESBL – K. pneumoniae проявляли чувствительность к комбинации пиперациллин/тазобактам, карбапенемам и глицилциклинам. Изоляты синегнойной палочки проявляли чувствительность к пиперациллин/тазобактаму (60%), пиперациллину (53%). Представители бактерий рода Acinetobacter spp., обладали наибольшей чувствительностью к ампициллин/сульбактаму и тикарциллин/клавулановой кислоте.

Ключевые слова: раневое отделяемое, нозокомиальные штаммы, антибиотикорезистентность.

Принимая во внимание разнообразие инфекций кожи и мягких тканей (ИКМТ) представляется затруднительным оценить их частоту и распространение. Предположительно, ежегодно их регистрируют у каждых 25 человек из 1000 [1, 2]. По экспертным оценкам, в РФ количество пациентов, страдающих ИКМТ, варьирует в пределах 480-700 тысяч в год. Ежегодно за помощью в медицинские учреждения обращаются до 1,5 миллионов больных с трофическими язвами, около 500 тысяч больных с синдромом диабетической стопы. До настоящего времени ИКМТ остаются областью хирургии, не привлекающей особого внимания хирургов поликлинического и стационарного звена. На это указывает большое количество диагностических и тактических ошибок, допускаемых в ходе лечения таких больных, и это приводит к развитию нозокомиальных инфекций [3].

Следует отметить, что среди госпитализированных пациентов частота ИКМТ повышается, в среднем, до 7-10% [4]. За 2011 год в Российской Федерации зарегистрировано 25 326 случаев нозокомиальных инфекций. Показатель заболеваемости в 2009-2011 гг. составлял 0,8 на 1000 госпитализированных пациентов. Из них 31,8 % случаев зарегистрировано в хирургических стационарах. 24,4% случаев приходится на послеоперационные инфекции [5, 6].

Спектр возбудителей ИКМТ и их чувствительность к антимикробным препаратам могут существенно варьировать, поскольку важное место в их этиологии занимают госпитальные штаммы. Кроме того, их состав и, соответственно, резистентность способны достаточно быстро изменяться в динамике проведения антимикробной терапии. Эти различия могут иметь место не только на уровне отдельных регионов, но и городов и даже лечебных учреждений [2, 4].

Поэтому данные, полученные в крупных многоцентровых исследованиях, нельзя непосредственно экстраполировать и применять при планировании проведения антимикробной терапии в условиях конкретного стационара. Все это подтверждает необходимость постоянного, локального микробиологического мониторинга, который дает информацию по этиологии нозокомиальных инфекций и чувствительности «проблемных» возбудителей.

Цель исследования. Изучить спектр возбудителей ИКМТ и оценить уровни резистентности штаммов микроорганизмов, выделенных в различных отделениях ГАУЗ РТ «Больница скорой медицинской помощи» г. Набережные Челны.

Микробиологический  мониторинг  проводили  согласно  требованиям  СанПиНа  2.1.3.2630-10 «Санитарно-эпидемиологические требования к организациям, осуществляющим медицинскую деятельность».

Материалы и методы исследования. В бактериологической лаборатории было исследовано 488 образцов раневого отделяемого. Материал отбирали из хирургических, ожогового и травматологических отделений и доставляли в лабораторию в соответствии с МУ 4.2.2039-05. «Техника сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории».

Посевы материала проводили на колумбийский кровяной агар (Conda, Испания), среду Эндо («Микроген», г.Махачкала), желточно-солевой агар, сахарный бульон, тиогликолевую среду (ГНЦ ПМБ «Оболенск»), и хромогенные среды — универсальную среду для дифференциации уропатогенов (Himedia, Индия) и хромогенный агар, для грибов Candida (Conda, Испания).

Идентификацию микрофлоры и определение чувствительности к антибактериальным препаратам проводили на автоматическом бактериологическом анализаторе WalkAway (Siemens, США).

У  выделенных  микроорганизмов  определяли  присутствие  MRSА  (метициллинрезистентный S. aureus), продукцию ESBL (бета-лактамазы расширенного спектра действия), VRE (ванкомицинрезистентный энтерококк) и наличие MBL (металло-бета-лактамаз) [7,8].

Результаты и их обсуждение. Исследование 293 образцов, поступивших из условно «грязных» хирургических отделений, выявило наличие микроорганизмов в 204 пробах (69,6%), из которых было выделено 216 культур. Из 195 образцов, поступивших из условно «чистых» травматологического и ожогового отделений, микроорганизмы были обнаружены в 166 (85,1%), из которых было выделено 197 культур (таб. 1).

Таблица 1.

Спектр микроорганизмов, выделенных при ИКМТ

Установлено, что в отделяемом ран, полученном от пациентов с ИКМТ, находящихся в условно «грязных» отделениях, наиболее часто выявляли энтеробактерии, среди которых доминировала Klebsiella pneumoniae (39,7%). При этом, 35,5% выделенных штаммов продуцировали бета-лактамазу расширенного спектра. Вторыми, по частоте выделения, являлись стафилококки (36,1%). Среди них 67,7% изолятов были представлены S. aureus, при этом 16,4% штаммов бактерий являлись метициллинрезистентными. Третье место, по частоте выделения, занимала синегнойная палочка (13,4%), при этом более половины выделенных штаммов (6,9%) продуцировали металло-бета-лактамазы. Частота обнаружения прочих микроорганизмов составила 8,8%.

В образцах раневого отделяемого, полученного из условно «чистых» травматологического и ожогового отделений наиболее часто выделяли стафилококки. При этом 85% изолятов приходилось на S. aureus, среди выделенных штаммов 23,8% были MRSA. Следующим, по частоте обнаружения, микроорганизмом являлась синегнойная палочка (31,5%). Среди выделенных штаммов P. aeruginosa 6,5% продуцировали металло-бета-лактамазы. Третьими, по частоте выделения, являлись виды Acinetobacter spp. (16,8%). Частота обнаружения прочих микроорганизмов, выделенных из раневого отделяемого, составила 4,1%.

Для определения спектра чувствительности проблемных возбудителей, выделенных во всех отделениях, было отобрано 302 культуры бактерий: S. aureus (124), K. pneumoniae (34), P aeruginosa (91), виды Acinetobacter spp. (53).

Определение спектров чувствительности штаммов K. pneumoniae выявило наличие большого числа штаммов, проявляющих множественную устойчивость к различным антибиотикам. Микроорганизмы были чувствительны к карбапенемам (83%), амикацину (67%), тигециклину (67%) и комбинации амоксициллин/клавулановая кислота (75%). При этом отмечено снижение чувствительности к цефалоспоринам и фторхинолонам (67%). Изоляты, продуцирующие ESBL, были на 100% резистентными к к ципрофлоксацину, гентамицину, пиперациллину, цефалоспоринам, однако резистентность к комбинации амоксициллин/клавулановая кислота и амикацину была на уровне 20%. Штаммы-продуценты ESBL проявляли чувствительность к комбинации пиперациллин/тазобактам, карбапенемам и глицилциклинам (табл. 2).

Таблица 2.

Спектр антибиотикорезистентности среди штаммов Klebsiella pneumoniae, выделенных при ИКМТ, включая продуцентов ESBL.

В целом, выделенные штаммы S.aureus проявляли чувствительность к изученным антибиотикам, исключая бензипенициллин (96% устойчивость) и азитромицин (33%). Наибольшую чувствительность бактерии проявили в отношении цефалоспоринов, ванкомицина, карбапенемов и моксифлоксацина. Все выделенные изоляты MRSA обладали выраженной полирезистентностью, но были чувствительны к ванкомицину и линезолиду (таб. 3).

Таблица 3. Спектр антибиотикорезистентности среди штаммов Staphуlococcus aureus, выделенных при ИКМТ, включая MRSA.

Выделенные изоляты P.aeruginosa и виды Acinetobacter spp. проявляли высокую полирезистентность в отношении изученных антибактериальных препаратов. Изоляты синегнойной палочки проявляли чувствительность к пиперациллин/тазобактаму (60%), пиперациллину (53%). При изучении спектра чувствительности бактерий рода Acinetobacter spp. выделенные штаммы проявляли наибольшую чувствительность к ампициллин/сульбактаму и тикарциллин/клавулановой кислоте (табл. 4).

Таблица 4.

Спектр антибиотикорезистентности среди штаммов Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter spp., выделенных при ИКМТ.

Выводы:

1.     Проведенные исследования показали, что наиболее часто выделяемые возбудители ИКМТ проявляют высокую резистентность к различным антибактериальным препаратам. При этом у резистентных штаммов выявлена наибольшая чувствительность к карбапенемам и к комбинациям, включающим ингибиторы бета-лактамаз.

2.       В связи с полученными результатами необходимо регулярно проводить   мониторинг чувствительности среди госпитальных штаммов бактерий.

Список литературы

1.     Ellis Simonsen S.M., van Orman E.R., Hatch B.E, et al. Cellulitis incidence in a defined population. Epidemiol Infect. 2006;134:293–9.

2.   Ki V., Rotstein C. Bacterial skin and soft tissue infections in adults: A review of their epidemiology, pathogenesis, diagnosis, treatment and site of care. Can J Infect Dis Med Microbiol. 2008; 19:173-84.

3.   Шляпников С.А., Насер Н. Р. Хирургические инфекции мягких тканей – проблема адекватной антибиотикотерапии. Антибиотики и химиотерапия. 2003; 48: 44 – 48.

4. Eron L.J, Lipsky B.A, Low D.E, Nathwani D, Tice A.D, Volturo G.A. Expert panel on managing skin and soft tissue infections. Managing skin and soft tissue infections: Expert panel recommendations on key decision points. J Antimicrob Chemother. 2003;52:i3–17.

5.      Государственный доклад «О состоянии санитарно-эпидемиологического благополучия в Российской Федерации в 2011 году»

6.      Государственный доклад «О состоянии санитарно-эпидемиологического благополучия в Республике Татарстан в 2012 году»

7.    Козлов Р.С. Нозокомиальные инфекции: эпидемиология, патогенез, профилактика, контроль. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2000; 2:16-30.

8. О.В. Шевченко, Э.В.Эйдельштейн, М.Н. Степанова. Металло-бета- лактамазы: значение и методы  выявления у грамотрицательных неферментирующих микроорганизмов. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2007; том 9, 3: 211–218.